Pour une efficacité maximale, on veillera à ce que la température de la solution soit comprise entre 38 et 48°C. La pulvérisation se réalisera dans un local exempt de poussières.

                               Fumigation

 

C’est la méthode la plus répandue. Elle est particulièrement efficace dans la lutte contre les contaminations de surface de la coquille. Cependant, les gaz qui résultent de la caléfaction des produits ou solutions employés diffusent mal à travers les pores et il est donc essentiel que la fumigation ait lieu alors que la chambre à air est encore en cours de formation.

Nombreux sont les produits qui peuvent être employés pour la fumigation. Les plus répandus sont : Mélange de formol à 37,5% et permanganate de potassium.

La fumigation peut se faire par l’adjonction de 10 ml de formaldéhyde (bactéricide et fongicide) à 40% à 5 g de permanganate de potassium par m3 de volume du local.

Les œufs sont déposés sur des supports en plastique et placés dans une enceinte hermétique (boîte ou local selon le nombre d’œufs) qui fait office de chambre à gaz. On dépose les cristaux de permanganate dans un petit récipient dans la chambre à gaz, puis on y verse le formol avant de refermer celle-ci.

La fumigation doit durer au moins une demi-heure. Les gaz de la fumigation sont toxiques pour l’homme et la manipulation exige le port d’un masque intégral.

Après la fumigation, on laisse échapper les gaz soit en ouvrant la boîte à l’extérieur, soit par une ventilation si il s’agit d’un local, et on laisse reposer les œufs pendant une heure à l’air.

La fumigation peut aussi se faire directement dans l’incubateur, mais jamais pendant les quatre premiers jours de l’incubation (Edouard, 2013).

La désinfection du couvoir et leur machine se faite avec ces deux techniques précédent (Hubbard., 2010).

 

               Paramètre d’incubation

 

La couveuse doit être placée dans une pièce bien isolée dans laquelle la température reste le plus constant possible jour et nuit (l'Amou1en, 1988 ; Wageningen et al. 1998). La température de la salle doit être comprise entre 18 et 20°C et l'hygrométrie supérieure à 70% (L'Amou1en, 1988). La couveuse peut également être placée dans une boîte de plus grand format qui servira d'isolation supplémentaire condition que la ventilation soit bonne (Wageningen et al. 2000).

Pour réussir un bon développement embryonnaire et une éclosion vers le 21ème Jour dans des conditions les plus proches de la normale, il faut respecter un certain nombre de paramètres comme la température, l'humidité, le retournement, les échanges gazeux et autres facteurs (Leksrisompong et al., 2007 et 2009).

                  La température

 

Pendant l'incubation Le facteur essentiel de la réussite de l'incubation est la température, surtout pendant la première semaine. La température optimale lors des 2 premières semaines est de 38,9° C avec un écart maximal de 0,5 °C vers le haut ou vers le bas. A partir du 19ième jour de l'incubation, la température doit baisser 36,1 °C car les poussins produisent eux-mêmes de la chaleur. Au-delà de 40,5 °C, les températures sont mortelles pour les embryons. Une hausse de température et une baisse d'humidité peuvent donner un ensemble des résultats désastreux. Une température trop basse retarde l'éclosion des œufs, mais est toutefois moins dangereuse qu'une température trop élevée (Wageningen et al. 2000). Comme le montre le tableau 01.

 

Tableau 01 : Conséquences de non respect de la norme température (Reijrink., 2010).

 

 

                 Le retournement des œufs

 

Les œufs doivent tournés régulièrement dans les machines (figure 04) spécialement durant les 8 premiers jours. Il peut être arrêté après 15 jours d’incubation, durant cette première semaine toute erreur peut conduire à la mort des embryons.

 

 

 

Figure 04: Le retournement des œufs (Wageningen et al., 2000).

 

Le retournement est une étape très importante pour obtenir un taux d’éclosion élevée

(Tableau 02) (Velthuis et al., 2008).

 

Tableau 02 : Effet du retournement sur le taux d’éclosion (Velthuis et al., 2008).

 

 

                              L’humidité

 

La coquille des œufs est poreuse et les œufs perdent de l'eau par évaporation. Cette perte doit être empêchée en plaçant les œufs dans un milieu saturé d'humidité afin que l'éclosion soit faite dans de meilleures conditions. L'humidité assure le bon développement de l’embryon. Les humidificateurs des couveuses sont très variés dont le plus simple reste le bac à eau, généralement placé sous les œufs (L'Amoulen, 1988; Sauveur, 1988; Eekeren et al., 2006). L’humidité de l’incubateur influe sur l’éclosion de l’œuf et le poids du poussin, elle doit être comprise entre 85 et 87°F (47.2°C et 48.3°C); cela peut être converti en pourcentage 58 à 60% (Reijrink., 2010).

Des conséquences qui peuvent influencer dans le cas de non respect de la norme d’humidité sont:

-  faciliter le bêchage en rendant la coquille plus fragile ;

 

-humidité insuffisante ou excessive entraine une baisse du taux d'éclosion (L'Amoulen, 1988; Sauveur, 1988; Eekeren et al., 2006) ;

-  Membranes coquillières plus sèches et collent à l’embryon ;

 

-  Poussin moins vigoureux (Reijrink., 2010).

 

L'humidité dans la couveuse se mesure à l'aide d'un appareil appelé hygromètre. Elle peut aussi se mesurer par mirage ou par pesée. Un œuf perd en moyenne 12 à 14% de poids durant l'incubation (Sauveur, 1988 ; Wageningen et al., 1998).

                            La Ventilation

 

La ventilation apporte de l’oxygène à l’embryon et élimine le dioxyde de carbone excédentaire (Wageningen et al., 1998). Il est important de fournir assez d’oxygène à l’embryon dans les incubateurs selon les normes, est de 21 % d’oxygène et 0.3% gaz carbonique (Velthuis et al., 2008).

               Le transfert

 

Le transfert est une opération qui consiste à faire passer les œufs de la salle d’incubation à la salle d’éclosion au cours du 18ème jour d’incubation. Il pourra être

 

manuel ou automatique mais, dans tous les cas, une attention particulière devra être portée à la rapidité de l’opération, à la manipulation des plateaux d’incubation et paniers d’éclosion. La température du cette salle est 25°C avec une humidité relative du 50-55%. Un mirage pourra être effectué pendant le transfert et les œufs « clairs » (infertiles et embryons morts très précocement) pourront être retirés (Meijerhof., 2009).

                 Le mirage des OAC

 

Selon Wageningen et al., (1998) le mirage est une opération qui consiste à éclairer l'intérieur de l'œuf à l'aide d'un appareil appelé mireuse ou mire-œuf doté d'une source lumineuse, il permet de détecter les œufs clairs, les embryons morts et de voir si le développement du poussin dans l'œuf se déroule normalement. Habituellement deux mirages sont pratiqués; le premier est effectué au 7ème ou 9ème jour d'incubation et permet de retirer les œufs non fécondés et le second a lieu au 18ème jour d'incubation. Ce dernier permet de retirer les œufs à embryons morts.

La figure 05 montre les différents résultats d’un mirage des œufs ;

 

Figure 05 : Résultats du mirage (Haddadi et Hadj-Ali., 2017).

 

On peut également observer le bon développement de la chambre à air les 7ème, 14éme et 19ème jours d'incubation (Figure 6) et éliminer les œufs contenant des embryons morts en cours d'incubation. Le mirage doit être fait avec précaution car il est responsable de 1 à 3% de mortalité embryonnaire.

 

 

 

 

 

Figure 06 : Taille correcte de la chambre à air à différents stades d’incubation

(Wageningen et al., 2000).

 

                   L’éclosion

 

Trois jours avant l’éclosion, les œufs sont transférés dans les éclosoirs: machines spécialisés dans l’éclosion. Pendant le transfert. Puis les œufs sont mis dans les plateaux d’éclosoir où les poussins pourront sortir (Meijerhof., 2009).

L'éclosion intervient au 21eme jour d'incubation. Il faut au poussin douze heures  pour briser la coquille et se libérer (L'Amoulen, 1988). A la sortie, le poussin emmène avec lui, l'enveloppe contenant le jaune, ce qui constitue une réserve alimentaire supplémentaire pour sa première semaine de vie hors de la coquille. (Sauveur, 1988).

                 Hygiène des œufs à couver

 

La litière des nids doit être maintenue propre et sèche 1 g de litière de nids peut porter 600 000 000 micro-organismes (Butcher et Nilipour, 2002).

Le magasin, les salles de désinfection et de stockage des œufs à couver et le sas sanitaire seront maintenus propres et non poussiéreux.

Les œufs sales, déformés, blancs ou fêlés sont éliminés (Duncan et Mazzocco, 1998).

 

Le lavage et la désinfection des chariots de transport, de casiers d’œufs, des alvéoles en plastique sont rigoureusement effectués avant le départ du couvoir pour éviter tout risque de contamination d’un élevage à l’autre lors des retours de matériel dans les élevages. Les alvéoles en carton sont neuves non recyclées (Goater, 1988 ; Sauveur et Revier, 1988).

A leur arrivée, les œufs à couver seront transférés dans un sas d’entrée où ils subissent une formolisation (40 ml de formol + 20 g de permanganates de potassium en atmosphère humide et à 25°C). Ils seront ensuite stockés dans une salle à 15 / 18 °C (Goater, 1988 ; Sarakbi, 2001).

2.    Hygiène du personnel

 

Pour le personnel et pour éviter les contaminations on doit :

 

-   Prévoir un registre pour pouvoir contrôler les mouvements du personnel, des visiteurs et des véhicules ;

-   Les personnes entrant dans une exploitation sont impérativement soumises à une désinfection et doivent porter des bottes nettoyées et désinfectées et des tenues propres à l’exploitation après avoir enlever leurs vêtements ;

-   Lavage et désinfection des mains et des bottes avant et après l’entrée dans un bâtiment d’élevage (Yagani, Nilipour et Butcher, 2004 ; Ford, 1995).

 

1.  Infections transmises par l’œuf

 

Le couvoir est un milieu idéal, très favorable au développement et à la multiplication des germes microbiens (champignons, bactéries, virus..), car toutes les conditions propices y sont présentes : température (12 à 38°C), humidité (55 à 100%), les œufs, les poussins, les coquilles, les déchets, les poussières, les alvéoles à œufs, boites et caisse à poussins, le personnel et les machines.

En effet, la qualité du poussin dépendra des conditions sanitaires de l’élevage et surtout de l’hygiène du couvoir. Ainsi, il est indispensable que le couvoir soit bien conçu et que l’on applique les mesures strictes d’hygiène.

Sauveur, (1988) rapporte qu’on distingue usuellement deux voies de contamination de l’œuf dites respectivement «verticale » et « horizontale ».

Dans la contamination verticale, comme l’indique la figure 07, l’infection est transmise directement de la reproductrice à l’embryon ;

 

 

 

 

 

Figure 07 : La transmission verticale.

 

Les maladies peuvent se transmettre verticalement, lorsqu’une bactérie comme la salmonelle ou le mycoplasme, ou un virus comme la grippe aviaire, passe déjà dans l’oviducte de la poule qui pond l’œuf, en d’autres termes, l’embryon en développement sera déjà infecté pendant sa croissance.

La contamination « horizontale » commence dès le dépôt de germes pathogènes sur la coquille lorsque l’œuf franchit le cloaque de la poule ; elle peut se poursuivre d’un œuf à l’autre (dans les nids, les alvéoles ou en incubateur) ou d’un poussin à l’autre (en éclosoir ou dans les boites après éclosion). Les germes transmis horizontalement  au poussin peuvent  donc provenir du tube digestif ou de l’oviducte des reproductrices, des litières, de l’atmosphère, du personnel ou du matériel du couvoir figure 08.

 

 

 

 

 

 

 

Figure 08 : La transmission horizontale.

 

              Lutte contre la transmission verticale

 

Deux méthodes sont envisageables selon le nombre d’œufs à traiter (Sauveur et Revier, 1988);

Méthode par injection

 

Une solution de 1.5 à 2 mg de Tylosine dans 0.1 ml d’eau distillée est injectée dans la chambre à air de l’œuf. Les œufs embryonnés peuvent être traités entre 8 et 11 jours d’incubation. La perforation est bouchée par de la paraffine en fusion à 60°C.

La méthode de lavage-trempage

 

La machine à laver comporte quatre compartiments :

 

a.   Poste de lavage : les précautions à respecter sont les suivantes :

 

*   La température de l’eau doit être supérieure d’au moins 15°c à celle de l’œuf (si non l’eau pénètre dans l’œuf) mais toujours inférieure à 55°C.

*   Cette température doit croître à chaque étape du lavage pour éviter une aspiration des germes pathogènes situés sur la coquille ainsi :

ž  La température de lavage est de 37.8°c.

ž  La température de rinçage est de 43.3°c.

ž  La température de désinfection est intermédiaire.

 

*   Aucun savon ni détergent ne doit être ajouté aux désinfectants chlorés et tout produit acide doit être écarté.

*  Seule de l’eau propre, contenant moins de 3 mg / litre de fer doit être utilisée.

 

b.   Poste de désinfection : deux séries de produits peuvent être utilisés :

 

*    Les produits chlorés : les composés les plus stables sont le Dichlorocyanurate et le dichlorodiméthylhydantoïne employés aux doses respectives de 0.35 et 0.70g / litre ou 1.8g / litre. On peut même utiliser 1.8 g d’hypochlorite de sodium ou de calcium.

*    Les ammoniums quaternaires : peuvent être associés à certains détergents (pas les neutres) mais jamais aux savons. Les plus utilisés sont les dérivés chlorés de triméthylammonium ou d’alkyldiméthyl-benzylammonium aux doses de 1.25 à 200 ppm pour le lavage et 125 à 150 ppm pour le rinçage.

c.   Poste de rinçage.

 

d.   Poste de séchage.

Le trempage a pour but de faire pénétrer un antibiotique à l’intérieur de l’œuf (tartrate de tylosine en solution à 2.5% : 100g de produit pour 40 litres d’eau distillée). Cette pénétration peut être réalisée par :

*    Différence de température : les œufs chauds trempés dans une solution froide se contractent et aspirent à travers les pores de la coquille ; ce procédé est simple mais donne des résultats irréguliers et imprécis.

*   Différence de pression (DPDD : Direct Pressure Difference Dipping) : créer pendant 5 mn au-dessous de la solution où baignent les œufs, une dépression qui provoque un léger dégazage des œufs ; lorsque la dépression cesse, le volume d’air rejeté préalablement par les œufs est remplacé en 10 mn par le même volume de liquide. Le maximum de liquide aspiré par l ‘œuf est de 0.8ml / œuf avec une dépression de 0.4 atmosphère. L’œuf devant absorber 1mg de Tylosine (solution à 20.5g / litre).

              Lutte contre la transmission horizontale

 

Dont le but est de réduire le nombre de bactéries présentes à la surface de la coquille. Les œufs doivent être désinfectés le plutôt possible après leur ponte. Ainsi Cox et Beiley dans une étude réalisée en 1991, ont montré que plus la désinfection des œufs à couver est réalisée précocement, plus le taux de réduction du nombre de germes contaminants les milieux intérieurs des œufs est important (tableau 3).

Tableau 3 : Taux de réduction de la contamination des coquilles en fonction du moment de la désinfection (Cox et Bailey, 1991a)

 

 

Dans une autre étude ces mêmes auteurs ont trouvé que l’immersion des œufs à couver dans une solution désinfectante est plus intéressante dans la réduction du nombre de contaminants que la pulvérisation, plus intéressante à son tour que l’application des désinfectants sous forme de mousse.

Les produits utilisés pour la désinfection des œufs doivent obéir à certains impératifs dont les plus importants sont le non affectation du taux d’éclosion et l’absence d’effet sur la déperdition de l’humidité des œufs. Ainsi Scott, et al (1993) ont conclu dans une étude que  les produits à base d’EDTA (Ethylene diamine tetra acetic Acid-Tris) entraînent une diminution de l’éclosabilité de 11 à 26 % et une perte d’humidité durant l’incubation de 16 à 19 %. Les peroxydes quand à eux, augmentent la déperdition d’humidité, mais n’affectent pas l’éclosabilité.

L’association entre l’EDTA et le Biosentry904 (qui est un détergent à base d’ammoniums quaternaires) a des effets synergiques par fois antagonistes et indifférents sur la réduction de la contamination des coquilles et elle est sans action sur le taux d’éclosabilité (Walkera et Sanderbc, 2004 ; Walker et all, 2002).

La combinaison entre le glutaraldéhyde et l’EDTA a des effets antagonistes. En effets l’EDTA diminue l’efficacité des désinfectants utilisés aux unités de couvaison de 75 %, mais il n’est pas toxique pour l’embryon de 12 jours et n’entraîne pas de résistance s’il est utilisé aux doses recommandées.

La pulvérisation sur les œufs (au 14e jour d’incubation) de deux solutions à base d’ammoniums quaternaires titrée à 1.5 % et 3 % chacune pendant 30 mn conduit respectivement à une réduction de 98.1% et 99.9 % de la flore aérobie totale sur la surface des coquilles. Les champignons et les levures s’en trouvent réduits de 3 %.

La fumigation des œufs par le formol doit être pratiquée le plus tôt possible après la ponte et peut être répétée en incubateur entre le 4eme et le 18eme jour. Elle n’est pas recommandée généralement en éclosoir. Elle peut être poursuivie par traitement des œufs à couver avec des rayons ultraviolets (UV) de 254 nm de longueur d’onde et une filtration de l’air alimentant les incubateurs.

L’exposition en pré-incubation des œufs aux UV (de 254 nm) pendant 1, 3, 5 minutes, était moins efficace en matière de contrôle de la contamination des coquilles que leur immersion dans une solution de formol à 1 % pendant 1, 5, 10 mn. Les UV ne produisent pas une importante perte d’humidité des œufs et n’affectent pas leur éclosabilité (Scott, 1993 ; Coufal, Chavez et Cary, 2003).

Selon Bailey et all (1996), l’utilisation du peroxyde d’hydrogène en solution à 2.5 % permet une désinfection meilleure que celle à l’ozone ou aux UV. C’est le seul désinfectant capable de réduire significativement le nombre de salmonelles sur les coquilles.

La lutte contre la transmission horizontale implique une réflexion approfondie lors de la conception des bâtiments d’élevage des reproducteurs et du couvoir. (Sauveur et Revier, 1988).

              Microbisme de la coquille

 

La présence des microorganismes sur les coquilles d'œufs, (Cook et al., 2003), est presque de 96% des œufs pondus en possèdent sur leur surface. C'est aussi un facteur impliqué dans la diminution de la viabilité des œufs par passage tans-coquillère à la faveur des conditions d'ambiance, température et humidité (Bruce et Drysdale, 1994 ; Stoleson et Beissinger., 1999).

La contamination de l'œuf par des microorganismes à partir de la coquille durant l'incubation a un effet bien démontré sur l'augmentation du taux de mortalité embryonnaire (Bruce et Drysdale., 1994).

En milieu d'humidité favorable, les germes peuvent atteindre la membrane coquillère au premier jour, pour atteindre le jaune d'œuf après 5 jours (Cook et al., 2003).

2.  Désinfection des salles et machines

 

Les incubateurs et les éclosoirs sont nettoyés, dépoussiérés à l’aide de l’eau chaude additionnée d’un détergent, puis rincés et désinfectés suivie d’un vide sanitaire et fumigation. Les chariots, le matériel d’intervention, et autres équipement sont nettoyés et désinfectés. Chaque jour, les véhicules de transport (œufs, poussins personnel) doivent être systématiquement nettoyés et désinfectés aussi bien à l’intérieur qu’à l’extérieur sans oublier la cabine.

 

 

 

-Personnel

 

La première condition à imposer aux personnels travaillant dans le couvoir est d’être indemne de toute maladie chronique ou aiguë. Chaque jour, le personnel du couvoir est obligé de prendre une douche à chaque entrée et à chaque sortie. Ils doivent également porter un tenu réservé à cet effet (Reijrink, 2010).

 

 

1.   Les Germes pathogènes dans un couvoir

 

 Les Salmonelles

 

Les salmonelles sont placées en tête du tableau des microorganismes pathogènes dans la filière avicole d'autant plus que ces bactéries ont un large pouvoir de diffusion dans l'environnement (Diafi ., 2010).

                    Taxonomie

 

Les salmonelles sont des bactéries appartenant à la famille des Enterobacteriaceae, et au genre Salmonella. Depuis 2004, le genre Salmonella comporte 3 espèces: Salmonella enterica, Salmonella bongori et Salmonella subterranea (AUBRY, 2012). Mais seules les deux premières sont reconnues par l’OMS (AGBAJE et al., 2011).

L'espèce principale est S. enterica qui comprend elle-même six sous-espèces

(GRIMONT et al., 2007).

 

       Caractères bactériologiques

 

             Caractères morphologiques

 

Les Salmonella sont des Entérobactéries mobiles, à l’exception d’un sérovar aviaire qui est Salmonella gallinarum pullorum, et également de rares mutant "paralysés" dont les flagelles sont immobiles, et des mutants sans flagelles de sérovars normalement mobiles (Le Minor L et al, 1989).

Les Salmonella sont des bacilles gram négatifs aéro-anaérobies facultatifs mesurant entre 0.6 à 0.8 nm, possédant des cils et des flagelles, de coloration bipolaire fréquente (Myllemann Y, 1997).

                           Caractères culturaux

 

Les Salmonella sont des bactéries aérobies anaérobies facultatifs, après 24 h d’incubation à 37°C, les colonies ont un diamètre variant de 3-4 mm, elles sont rondes et de

 

 

couleur pâle. Elles apparaissent sous forme de "S" sur un milieu solide et elles sont isolées en petits amas, elles sont identiques à E.Coli (Le Minor L et al, 1989).

                           Caractères biochimiques

 

Les salmonelles présentent les caractères généraux de la famille des Enterobacteriaceae. Elles possèdent un nitrate réductase mais pas d’oxydase. Elles fermentent le glucose avec ou sans production de gaz.

Au sein de la famille des Entérobacteriaceae, les caractères permettant l’identification biochimique du genre Salmonella sont :

·  L’absence d’uréase et de tryptophane désaminase,

 

·  L’absence de production d’indole et d’acétoïne,

 

·    L’absence de fermentation du lactose, du saccharose, de l’inositol, de l’amygdaline, de l’adonitol et du 2-cétogluconate,

·  La présence d’une thiosulfate-réductase,

 

·  La décarboxylation fréquente de la lysine et de l’ornithine

 

·  La capacité fréquente de croître sur milieu au citrate de Simmons.

 

Deux des trois espèces du genre Salmonella peuvent être différenciées par leurs caractères biochimiques : Salmonella bongori ne fermente pas le sorbitol et pousse sur un milieu contenant du KCN, contrairement à Salmonella enterica.

Les six sous-espèces de Salmonella enterica peuvent également être identifiées par leurs caractères biochimiques (GRIMONT et al., 2007).

 

 

Tableau 04 : Diagnostic biochimique des Salmonella (Avril JL et al, 1992).

 

 

                           Caractères antigéniques

 

Les Salmonella peuvent posséder trois types d'antigènes présentant un intérêt diagnostic

(Dumas, 1958).

 

               Antigène somatique O (Ag O)

 

L'antigène O est un antigène de la paroi. Les antigènes somatiques sont constitutifs de la membrane externe de la paroi bactérienne et sont de nature lipopolysaccharidique (L.P.S.) et représentent l'endotoxine de la bactérie, ils sont thermostables, alcoolostables mais sensibles au formol (Humbert 1998).

 

 

               Antigène flagellaire (Ag H)

 

C'est un polymère de flagelline (protéine de structure des flagelles). Cet antigène est thermolabile, détruit par la chaleur à 100 °C, par l'action de l'alcool et par les ferments protéolytiques. Il résiste au formol et perd son agglutinabilité par les anticorps en présence d'alcool et d'acide phénique. Son développement optimum s'obtient sur les milieux liquides mous après un séjour de 8 heures à 37 °C (Dumas, 1958).

     L'antigène de virulence (Ag Vi)

 

C'est un antigène de l'enveloppe et qui est considéré comme un antigène de surface (Dumas, 1958), il a été identifié chez trois types de sérovars : Salmonella Typhi, Salmonella Paratyphi C et Salmonella Dublin. L’antigène n’est cependant pas présent dans toutes les souches de ces sérovars (Humbert et al., 1998).

 

Il est distinct de l'antigène somatique et de l'antigène flagellaire. L'antigène Vi rend les germes inagglutinables par les anticorps O quand il est abondant. Il ne se développe pas si les cultures sont effectuées au-dessous de 25°C et au-dessus de 40°C. Un chauffage à 100°C le détruit et les germes deviennent agglutinables par les anticorps O. Il est de nature glucidolipidopolypeptidique (Gledel and Corbion, 1991).

 

                    Le pouvoir pathogène

 

La contamination de l’œuf à couver par les salmonelles peut provoquer la mortalité embryonnaire avant le 3éme jours ,7éme jours au 17éme jours d’incubation, ou provoquer une mal transformation des embryons en poussins et encore l’éclatement de l’œuf.

 

La contamination du couvoir en particulier pendant l’éclosion peut donner un embryon nain. Donc la contamination de l’OAC ou le couvoir par les salmonelles peut influencer le taux d’éclosion (Wilson., 2004).

 

 

                    Aspect clinique

 

Pour toutes les espèces aviaires, la salmonellose se présente :

 

v Soit sous forme de salmonellose infection se traduisant par un simple portage de la bactérie par des animaux apparemment sains mais excréteurs permanents ou épisodiques sans symptômes ni lésions (Dinh Nam Lam et al, 2000).

v Soit sous forme de salmonellose maladie, qui est le plus souvent une maladie  périnatale :

 

•  Mortalité des poussins avant ou après bêchage.

 

•  Mortalité dans les jours qui suivent l’éclosion.

 

•  L’ampleur de la mortalité est modulée par les conditions d’élevage (Guérin., 2011).

 

                    Diagnostic

 

Le diagnostic de certitude se fait au laboratoire :

 

Dans un contexte de dépistage : la recherche de salmonelles dans les litières et dans l’environnement au sens large (poussières, abords ….), ou dans les fonds de boites ayant servi à transporter les animaux, permet après des méthodes d’enrichissement de déterminer le portage salmonellique dans un élevage.

 

Le froid, et surtout la congélation, peuvent réduire la population salmonellique de quelques logs. Il faut le savoir lors d’envoi de prélèvement en laboratoire afin que soient mises en place des méthodes d’enrichissement adaptées pour réactiver les salmonelles (Guérin., 2011).

 

 

              Les colibacilles

 

Les colibacilles considérés comme bactéries pathogènes secondaires « agents de surinfection» (Nakamura et al., 1992).

 

La fréquence des infections bactériennes à Escherichia coli place cette pathologie en tête de liste des pathologies dominantes en élevage avicole, essentiellement celui du poulet de chair (Zahraei-Salehi et al., 2006).

 

                    Escherichia coli

 

Escherichia coli est une bactérie à coloration Gram négatif, asporulée, de 2,5 microns de long sur 0,6 micron de large, le plus souvent mobile (Guérin et al., 2011).

 

Les Escherichia coli sont très facilement véhiculées par la poussière qui constitue une source importante de contamination en élevage (Oyetunde, 1978). Il a été démontré que la poussière présente dans les couvoirs pouvaient contenir jusqu’à 106 colibacilles par gramme (Gross, 1994).

 

                    Pathologies rencontrées

 

La contamination de l’œuf et plus précisément de la membrane vitelline, se fait essentiellement lors de la ponte, au passage de celui-ci par le cloaque. Les bactéries alors présentes dans les matières fécales de la poule viennent se déposer à la surface de l’œuf. Ensuite, celles-ci pénètrent à travers les membranes coquillières et vont contaminer la membrane vitelline (Gross, 1994). De 0,5 à 6 % des œufs sont contaminés par E. coli (Jordan et Pattisson, 1996 ; DhoMoulin et Fairbrother, 1999).

 

Les mortalités embryonnaires sont constatées un peu avant l’éclosion : les œufs contaminés présentent une coquille de moindre qualité ; sont plus chauds et leur surface est mouillée. Les mortalités se poursuivent encore après l’éclosion et ce, pendant une période de 3 semaines (Jordan et Pattisson, 1996).

 

 

                         Les mycoplasmes

 

Les mycoplasmes sont de taille très réduite (0,15 µm à 0,8 µm) (KLEVEN, 2008). La plupart des mycoplasmes soient immobiles et ne possèdent aucun flagelle, un certain nombre d’entre eux montrent un mouvement de glissement sur les surfaces (Zanella et al., 1998). Elles sont des bactéries anaérobies facultatives (Ben abdelmoumen, 1996).

 

En pathologie aviaire, la maladie respiratoire chronique de la poule (M.R.C), est de même que la synovite infectieuse ou la sinusite de la dinde due respectivement à Mycoplasma gallisepticum, Mycoplasma synoviae et Mycoplasma meleagridis sont connues depuis bien longtemps (KLEVEN, 2008).

 

L’infection de l’œuf se traduit par des baisses de la qualité de la coquille et de l’éclosabilité. La dissémination des mycoplasmes se fait verticalement par l’œuf suite à la contamination de l’oviducte «M. meleagridis et M. iowae» ou par contigüité de l’oviducte aux sacs aériens contaminés « M. gallisepticum et M. synoviae » (Mac Owan et al., 1984 et Kempf, 1997) et horizontalement par voie respiratoire et/ou conjonctivale lors du contact direct entre les animaux ou indirectement par le biais des différents supports contaminés (Lee et al., 2008).

 

2.          Les germes opportunistes

 

 Les staphylococcies

 

       Taxonomie

 

Les staphylocoques ont été découverts par Pasteur et Koch en 1877-1878 à partir du pus de furoncle et d’ostéomyélite (Avril et al., 1992; Corne, 2004) . Du point de vue taxonomique, le genre Staphylococcus appartient au phylum des Firmicutes, à la classe des Bacilli et à l’ordre des Bacillal. En plus de Staphylococcus sp, la famille bactérienne des Staphylococcaceae comprend quatre autres genres en moins connus, Gamella, Jeotgalicoccus, Micrococcus, Salinicoccus (Pellerin et al., 2010).

 

 

                    Caractères bactériologique

 

Ce sont des cocci Gram positif d'environ 0,5 à 1 µm de diamètre, apparaissant au microscope sous la forme diplocoques et en courtes chaînettes ou grappes ressemblant à des raisins en raison de trois planaires incomplets divisions (Delarras, 2014).

Cette bactérie immobile, non productrice des spores mais résistante et parfois encapsulés (Rebiahi, 2012).En produisent des colonies dorées jaune pigmentées (Delarras,2014). Il est maintenant établit que S. aureus est une bactérie aéro-anaérobie facultative qui produit une catalase et une coagulasse, et qui peut tolérer une activité en eau très réduite (Alioua, 2015).

                    Pouvoir pathogène

 

·        Caractères généraux

 

Germe pyogène par excellence, S.aureus est le microbe de la suppuration.

 

Certaines souches agissent aussi par libération d’une ou de plusieurs toxines (intoxication alimentaire, syndrome de choc toxine, impétigo).

·        Infections staphylococciques

 

Staphylococcus aureus vit normalement sur la peau et dans les cavités nasales au niveau des premières voies respiratoires et des sinus chez la plupart des volailles soumises à un élevage intensif. Il envahit les tissus à la suite d’une blessure ou d’une plaie contuse (ou à l’éclosion au niveau de l’ombilic) ou lors d’une maladie immunodépressive (en particulier dans le cas de la dermatite gangreneuse). Seules les souches de coagulasse-positives sont considérées comme étant pathogènes (Rechidi-Sidhoum et Brugère-Picoux, 1992).

                    Les symptômes

 

La staphylococcie est une maladie septicémique courante chez les volailles, affectant surtout les dindes et les poulets de chair, due à la bactérie Staphylococcus aureus (Shivaprasad, 2016). Les symptômes de la staphylococcie chez les volailles dépendent de la localisation de l’infection. Selon l’importance de l’infection et l’organe affecté, les aspects

 

 

cliniques sont variés. Ils peuvent être non spécifiques comme des plumes ébouriffées, une pâleur de la peau, une apathie ou de la faiblesse, des symptômes respiratoires, une mort subite, une boiterie touchant une ou deux pattes, des ailes tombantes ou une augmentation de la mortalité (Shivaprasad, 2016).

               Pseudomonas aeruginosa

 

Les bactéries du genre Pseudomonas appartiennent à la famille des Pseudomonadaceae

(Meghdas I et al., 2003).

 

P. aeruginosa est un bacille fin sous forme de bâtonnet de 1 à 5 μm de longueur et 0,5 à 1 μm de largeur (Chaker H ., 2012). C’est une bactérie à Gram-, mobile grâce à un flagelle polaire généralement unique, dépourvu de spores et de capsules (Hafiane A. et Ravaoarinoro M.,